1970 년대 이후, 스트리밍 세포술 기술 수준이 높아짐에 따라, 그 응용은 갈수록 광범위해지고 있다. 스트리밍 세포술은 면역학, 혈액학, 종양학, 세포생물학, 세포유전학, 생화학 등 임상 및 기초의학 연구 분야에 광범위하게 적용되었다.
종양학에서의 응용
이것은 임상 의학에서 FCM 의 가장 초기의 응용이다. 먼저 실체종 조직을 해체하여 단세포 현액을 준비한 다음 형광염료 (요오드화 피리딘 PI) 로 염색한 후 세포의 DNA 함량을 분석해 구분하기 어려운 그룹 세포를 세 개의 하위 그룹 (G 1 기, S 기, G2 기) 으로 나누어야 한다. DNA 함량은 세포의 배수성 상태를 직접 나타내며, 이배체 세포는 종양의 악성 정도와 관련이 있다.
(1) 전암 병변을 발견하고 보조 종양 조기 진단: 인체 정상 조직 발암은 양에서 질변으로 변하는 긴 과정이 필요하며, 전암세포는 양에서 암세포로 변하는 전환 단계에 있다. 인체의 정상 체세포는 비교적 안정적인 DNA 이배체 함량을 가지고 있다. 인체에 암이 생기거나 악성 잠재력을 지닌 전암 병변이 발생할 때, 그 발생 과정에서 세포 DNA 함량의 비정상적인 변화가 동반될 수 있다. FCM 은 DNA 함량의 변화를 정확하게 정량화하고, 암전 병변을 진단하여 암으로의 발전을 위한 가치 있는 지표로, 암전 병변의 성질과 발전 추세를 평가할 수 있어 암의 조기 진단에 도움이 된다. 암전 병변암의 발생률은 세포의 비정형 증생 정도와 밀접한 관련이 있는 것으로 밝혀졌다. 증식이 심할수록 암 발생률이 높아진다. 비전형세포 증식이 심해지면서 DNA 비정수체의 발생률이 높아지는 것은 암암의 중요한 표시이다.
(2) 종양 진단, 예후 판단 및 치료에서의 역할: 종양 진단에서 FCM 의 중요한 역할은 이미 공인되었으며, DNA 이배체 세포봉의 존재는 종양 진단에 강력한 근거를 제공할 수 있다. FCM 분석 병리 세포는 속도, 정보량, 감도가 높다는 장점이 있어 일상적인 업무에 적용되었다. 종양세포 DNA 배체 분석은 환자의 예후를 판단하는 데 중요한 역할을 한다. 비정수체 종양 재발률이 높고, 전이율이 높고, 사망률 수치가 높으며, 이배체와 근이배체 종양은 예후가 좋다.
FCM 은 악성 종양의 DNA 함량을 분석할 수 있을 뿐만 아니라 화학요법 중 종양 DNA 분포 히스토그램의 변화에 따라 치료 효과를 평가하고 세포역학의 변화를 이해하며 종양 화학요법에 중요한 의미를 부여한다. 임상의는 세포주기 각 시기의 분포와 화학요법 약물이 세포역학에 미치는 간섭 이론에 따라 최적의 치료 방안을 설계하고, DNA 히스토그램에서 종양 세포의 살상 변화를 직접 보고, 제때에 효과적인 약물을 선택하여 종양 세포에 대한 최대 살상 효과를 얻을 수 있다.
또한 최근 몇 년 동안 FCM 은 세포 사멸과 다약 내약 유전자 연구 [3,4] 에 적용되었다. 의학자들은 약물로 암세포의 사망을 유도하는 방법을 연구하기 시작했다. 세포 볼륨, 광산란, DNA 함량 및 bcl-2, Fas 와 같은 특정 항원 유전자를 측정하여 세포 사멸을 분석합니다. 다약 내성은 종양 환자의 화학요법 실패의 주요 원인이다. 다약 내약 유전자 발현 측정 (P 170 등). ), 세포 사멸 억제 유전자와 세포 사멸 활성화 유전자는 임상 치료 효과 분석을 위한 강력한 근거를 제공한다.
임상에서의 역할
FCM 은 형광 항원 항체 검사 기술을 통해 세포 표면 항원 분석, 세포 분류 및 하위 그룹 분석을 수행합니다. 이 기술은 인체 세포 면역 기능 평가와 각종 혈액질환과 종양의 진단과 치료에 중요한 역할을 한다. 대량의 문장 들은 각종 질병에서 림프세포 하위 집단의 변화를 소개했다. 정상 인구 림프세포의 T4/T4/T8 비율은 약 2:1이지만, 인체 세포의 면역 기능이 낮을 때 이 비율이 역전될 수 있다. 스트리밍 세포술은 또한 신장 이식 후 환자의 신장 거부 반응을 감시할 수 있다. T4/T8 비율이 반전되면 환자의 예후가 양호하고 신장 거부 반응이 적다. 반대로, 거부된 위험은 증가한다. 마찬가지로, 이 분석 기술은 에이즈 진단과 치료에도 사용된다. 저자는 또한 외주혈 림프세포 면역표형의 기준치를 보도하고 인종, 성별, 나이 등 영향 요인 [5] 에 대해서도 논의했다.
현재 FCM 이 사용하는 단일 복제 항체 시약 100 여 가지가 있어 각종 혈구와 조직의 표형을 측정하고 분석할 수 있다.
혈액 질환 진단 및 치료에 적용
FCM 은 외주혈구나 골수세포의 표면 항원과 DNA 를 검출하고 분석하여 각종 혈액질환의 진단, 예후 및 치료에 중요한 역할을 한다.
(1) 백혈병 진단 및 치료: FCM 은 혈구 표면 분화 항원 (CD) 에 대한 다양한 단일 복제 항체 (FITC, 조류단백질 PE 등) 를 사용하여 세포의 다양한 매개변수를 측정합니다. ) 세포의 성질을 정확하게 판단할 수 있습니다. 각종 혈구 계통에는 모두 고유한 항원이 있다. 형태학 검사가 구분하기 어려울 때 면역표형 매개변수는 각종 급성 백혈병의 진단과 감별 진단에 결정적인 역할을 한다 [6]. 줄기세포는 CD34 를 표현하고, 골수세포는 CD 13 과 CD 14 를 표현하고, B 세포주는 CD 10, CD 19 를 표현하고, 그리고 T 세포주는 CD2, CD3, CD5, CD7 을 표현합니다. FCM 은 출혈세포가 표현하는 각종 항원 수준을 측정하여 임상 진단을 보조하는 데 사용할 수 있다.
다른 종양의 치료와 마찬가지로 DNA 배체의 측정과 세포주기 분석은 백혈병 화학요법에 어느 정도 지도작용을 한다. 백혈병 환자나 같은 환자가 단계마다 백혈병 세포 증식 상황이 다르기 때문에 정기적으로 세포 증식 상황을 이해하고 그에 상응하는 약을 복용하면 치료 효과를 높일 수 있다.
현재 화학요법 외에 조혈 줄기세포 이식도 급성 백혈병과 일부 난치병 치료에 쓰인다 [7]. FCM 은 HLA 배형 측정을 통해 동종 조혈 줄기세포 이식 환자에게 가장 적합한 제공자를 선택할 수 있다. 조혈 줄기세포 이식 기술은 주로 줄기세포 감정, 활성 측정, 줄기세포 동원과 수집, 분리순화, 보존 증폭, 종양세포 순화, 줄기세포 회송, 수술 후 이식물 항숙주 질환, 저발병률 등 일련의 과정을 포함한다. 스트리밍 세포계 측정 CD34, HLA-DR, CD33 등 세포 표면 표지물은 이미 줄기세포 이식의 중요한 모니터링 도구가 되었다. FCM 검사 일련의 지표를 이용하여 환자의 회복 상태를 관찰하면 예후에 대한 조기 판단을 내릴 수 있다.
(2) 다른 혈액질환의 진료모니터링: 발작성 수면성 헤모글로빈뇨증은 조혈줄기세포의 복제성 질환이며 세포 내 CD55, CD59 항원 표현 감소는 이 병의 특징이다. 이 항원은 혈구 표면의 포스파티딜 이노시톨 앵커 단백질 계열에 속하며 중요한 보체 조절 단백질이다. 보체 C8, C9 와 결합하여 보체막이 복합물을 공격하는 것을 막아 세포가 보체 활성화에 용해되는 것을 억제할 수 있다. FCM 은 형광 단일 복제 항체 정량 분석을 통해 혈구 중 CD59 의 표현을 분석해 임상 진단을 보조해 질병의 심각성을 판단할 수 있다 [8].
(3) 망직적혈구의 측정 및 임상 응용: 망직적혈구의 수는 골수조혈 기능을 반영하는 중요한 지표이다. FCM 은 형광 염료 (오렌지, 황오렌지 등) 와 결합하여 망직적혈구의 RNA 를 정량적으로 측정할 수 있다. ) 그리고 성숙한 적혈구에 대한 망상 적혈구의 비율을 얻습니다. 일부 저자들은 FCM 방법이 눈시울보다 더 정확하다고 보도했다 [9]. 또한 FCM 은 망직적혈구의 성숙도를 측정할 수 있어 적혈구의 증식능력을 판단하는 데 중요한 의미가 있다 [10]. 줄기세포 이식 후 회복 상황을 판단하고 빈혈 치료 모니터링, 방사선 요법으로 종양 환자 골수를 억제하는 근거를 제공한다.
혈전 및 출혈성 질환에 적용
(1) 혈소판 기능 측정: 정상적인 상황에서 혈소판은 분산 상태로 혈관에서 작동하지만 혈관이 손상되거나 혈류가 바뀌거나 화학물질에 자극을 받으면 혈소판이 활성화되어 일련의 변화가 일어난다. 혈소판이 활성화되는 정도는 혈소판막 당 단백질의 표현 수준으로 판단할 수 있기 때문에 FCM 은 혈소판막 당 단백질 표현을 측정하는 새로운 수단이 된다 [1 1]. 이 방법은 예민하고 특이하다. 전혈법을 사용한다면 소량의 샘플만 있으면 어린이와 혈소판 감소증 환자 [12] 에게 적합하다. 혈소판이 활성화되면 정지상태에 비해 질막 당단백질이 눈에 띄게 변한다. FCM 은 단일 복제 항체 면역 형광 기술 (혈소판막 당 단백질 IIB/IA, CD62, CD63 등) 을 통해 혈소판 기능과 활성화를 모니터링할 수 있습니다. ), 혈전 색전증 진단 및 치료에 도움이됩니다.
또한 혈소판이 활성화되면 세포 내 칼슘 이온 농도가 크게 변한다. 칼슘 이온에 민감한 형광 프로브를 통해 FCM 은 활성화 혈소판을 감시하는 면역지표로 사용될 수 있다. (2) 혈소판 관련 항체 측정: 면역성 혈소판 감소성 자반병 환자 혈장에서 혈소판 자체 항체, 혈소판 표면에 결합된 혈소판 관련 항체. 그것들의 분자는 IgG, IgA 또는 IgM 일 수 있다. 혈소판은 염소 항인 IgG, IgA, IgM 형광 항체 (FCM) 로 표기되어 있어 혈소판 관련 항체 함량을 측정할 수 있다. 직접법은 혈소판 표면의 관련 항체, 간접법은 혈청의 관련 항체 등을 감지할 수 있다. 이 방법은 질병의 진단과 치료 모니터링에 사용되며 검사 속도가 빠르고 감도가 높다는 장점이 있다.
품질 관리
첫째, 유동 세포 계측법 교정
유동 세포 계측법의 교정에는 유동 도로의 안정성, 광 경로의 안정성, 다색 표시 형광 색상의 보상, 광전자 증 배관 변환의 선형 및 안정성이 포함됩니다. 기기의 교정은 주로 표준 마이크로볼을 사용하여 감시한다. 폴리스티렌은 다양한 크기의 마이크로볼을 만들 수 있으며 형광 표시나 정량적 면역 글로불린이 있는 결합 부위를 만들 수 있습니다. 고정 형광 강도, 크기 및 광산란이 있는 폴리스티렌 마이크로볼은 흐름 품질 관리의 일반 표준이 되었습니다.
둘째, 실험 운영 프로세스의 품질 관리
1, 샘플 품질 관리
흐름 분석에 사용되는 샘플 종류로는 외주혈, 골수천자액, 골수생체검사, 조직생체검사, 장막강액, 뇌척수액, 피부, 점막 (내경 생체검사), 미세 바늘 생체검사 등이 있습니다. 샘플의 조건 통제는 면역 표현형 분석의 품질 관리에서 가장 어려운 부분 중 하나일 수 있다. 각 샘플은 수집, 저장, 운송 및 준비에 대해 서로 다른 요구 사항을 가지고 있습니다. 첫째, 샘플 모양을 관찰한다: 심한 용혈, 응고 또는 괴사된 샘플은 버려야 한다.
둘째, 단세포 현액 획득: 외주혈과 골수천자액은 천연 단세포 현액이다. 기계적 분리 및 효소 소화는 일반적으로 생검 조직에 사용됩니다. 실험마다 다른 방법을 적용해야 한다. 막 항원 마크의 경우, 충분한 단세포 현액을 얻을 뿐만 아니라, 가능한 한 세포 구조의 무결성과 항원 성을 보장해야 한다. 기계적 방법이 더 적합하다. 세포주기나 DNA 배수성 분석만 필요하다면 기계법에 따라 효소 소화 (예: 트립신과 펩신) 를 늘리는 것이 더 적합하다.
셋째, 항응고제의 선택: 외주혈 표본은 EDTA, ACD 또는 헤파린 항응고제를 사용할 수 있다. 백혈구 수 및 유량 분석에 동일한 혈액 샘플이 사용되는 경우 EDTA 항응고제를 사용합니다. 혈소판 분석 실험의 경우 헤파린은 일반적으로 항응고제에 사용되지 않는다. 골수 천자액에서는 헤파린이나 EDTA 항응고제를 자주 사용한다. 상대적으로 많은 양의 ACD 가 pH 를 변경하여 골수 세포의 활성화에 영향을 미치기 때문에 일반적으로 ACD 를 골수 천자액의 항응고제로 추천하지 않습니다.
넷째, 샘플의 보존: 이상적으로 샘플을 채취한 후 즉시 처리하고 염색해야 한다. 헤파린 항응고제의 혈액과 골수는 보통 48-72 시간/실온 (16-25) 으로 보존된다. EDTA 항응고 외주혈과 골수는 12-24 시간/실온 (16-25) 을 보존할 수 있다. ACD 항응고제 외주혈은 72 시간/실온 (16-25) 을 보존할 수 있다. 세포에서만 염색한 샘플의 경우 세포를 고정시켜 장기간 보존할 수 있다. 그러나 이' 고정-염색' 방법은 분석할 항원의 특성과 염색 방법에 따라 달라집니다.
다섯째, 적혈구를 제거하는 방법: 적혈구 분열법은 조작이 간단하고 빠르며, 원래 표본에서 백혈구의 분포를 유지할 가능성이 가장 높다. 염색 후 용혈이 가장 좋다. 염색하기 전에 용혈이 발생하면 (1) 항원성이 용혈 과정에 따라 변하지 않았음을 확인해야 합니다. (2) 용혈제는 완전히 씻겨지고 세포-항체 결합의 역학 반응은 영향을 받지 않는다. (3) 사용된 용혈제는 고정제를 함유하지 않는다. 그렇지 않으면 세포 활성화와 표면 표시 결과에 영향을 미칠 수 있다. 밀도 그라데이션 원심력을 통해 과녁 세포를 잘 회수하고, 부를 축적하고, 적혈구와 조각을 제거하지만, 시간이 오래 걸리고, 일부 중요한 세포 집단을 선택적으로 잃을 수 있다.
6. 세포와 항체 비율: 제조사가 추천하는 항체 복용량은 일반적으로 과녁세포 수가 5X105 ~1X106 범위 내에 있다고 가정한다. 일부 표본에는 충분한 세포가 없고, 다른 표본은 세포량이 많기 때문에 정상 농도에서 상대적으로 과다하거나 부족한 항체 때문에 위양성 또는 위음성 결과를 초래한다. 따라서 각 실험실은 최적의 세포/항체 비율을 얻기 위해 제조업체가 권장하는 방법과는 다른 방법으로 세포 및 항체 복용량을 조정해야 합니다.
일곱째, 세포 활성의 감정: 사망 세포는 많은 항체 들에 대해 강한 비특이적 염색을 해 검체 세포 활성을 매우 중요하게 한다. 특히 장시간 운송과 보존을 거친 샘플들이다. 일반적으로 두 가지 검출 방법: (1) 실시간 유동 검사: 죽은 세포는 형광 염료 요오드화 피리딘 (PI), 7- 아미노 방선균 D(7-AAD) 또는 EMA (에틸산) 로 염색하고, 살아 있는 세포는 이 염료를 거부한다. 이 방법의 장점은 세포 표면 표시와 활성 분석이 동시에 진행될 수 있다는 것이다. 특히 높은 괴사 샘플에 적합합니다. 가장 일반적으로 사용되는 7-AAD 는 488nm 의 최대 방출량이 약 670nm 이므로 FITC 또는 PE 로 다색 표시를 하는 데 적합합니다. 그러나 시간이 지남에 따라 7AAD 는 고정된 세포 집단에 재분배되어 죽은 세포와 살아있는 세포를 구별하기 어렵다. 따라서 고정 후 12 시간 이상 염색하고 분석한 표본에는 EMA 를 사용하는 것이 좋습니다. EMA 는 죽은 세포 DNA 의 안정된 가격상태와 결합하여 장기 고정을 보장한 후, 고정 전의 생사 상태를 잘 구분할 수 있다. (2) 수동 검사: 테판 블루 또는 기타 세포 반응성 염료를 사용한다. (3) 테스트를 위해 특수 장비를 사용하십시오. 예: Vi-cell.
2. 단일 클론 항체 조합을 선택하고 결정합니다.
흐름 분석의 가장 기본적인 시약 항체 이다. 선택한 항체 품질은 결과에 직접적인 영향을 미칩니다. 항체 특성에 영향을 주는 요인으로는 F/P 비율, 아형, 전체 길이 또는 조각, 시드 소스, 표시된 형광 종류 등이 있습니다. 또한 CD 분류번호가 있는 단일 복제 항체 300 여 종, CD 분류번호가 없는 단일 복제 항체 수가 많아 항체 선택이 더욱 어려워졌다. 일반적으로 항체 조합 선택은 다음과 같은 기본 원칙을 따릅니다. 1) 선택한 항체 조합은 정상 및 비정상 집단을 포함하여 샘플의 모든 세포 하위 세트를 식별할 수 있을 만큼 넓어야 합니다. 2) 표현량이 적은 항원의 경우 가능한 형광 강도가 강한 형광소 마크를 선택해야 한다. 3) 다른 항체 세포 반응 스펙트럼 및 염색 패턴을 이해합니다. 다른 실험 목적에 따라 항체 선택. CD 수가 같은 항체 때문에 서로 다른 항원 결정클러스터를 식별할 수 있습니다. 4) 다양한 항체 조합은 항원 상호 결합 (예: 공간 구성을 통한 장애) 에 영향을 줄 수 있으므로 사용된 항체 조합에 대해 먼저 각 항체 단색 표시가 대조 세포에 어떻게 표현되는지 알아야 합니다. 5) 임상 실험은 가능한 한 체외 진단 (IVD) 시약 및 분석 특이성 (ASR) 시약, 연구전용 (RUO) 시약 등은 일반적으로 체외 진단 실험에 사용할 수 없습니다. 중국에서는 체외 진단을 위한 시약 역시 국내 SDA 인증을 받아야 한다. 이런 식으로, 항체 조합의 항체, 다른 농도, 아형, 다른 F/P 값, 모두 자신의 동형 대조가 필요할 수 있지만, 사실 이것은 매우 어렵다. 그런 다음, 같은 회사의 시약 선택을 시도해 보고, 상술한 간섭을 줄이세요. 임상적으로 흔히 볼 수 있는 트래픽 테스트 프로젝트의 경우 필요한 시약 조합에는 기본적으로 참조 또는 권장 항체 조합이 있습니다.
예를 들어, T 세포 서브 세트 검출 CD45/CD4/CD8/CD3, CD45/CD56/CD19/CD3; CD55 와 CD59 는 진발성 헤모글로빈뇨증 (PNH) 검사를 통과했습니다. CD4 1, CD6 1 등. 하지만 지금까지 국제적으로 통일된 백혈병/림프종 면역형 항체 조합은 없었다. 2000 년 국제세포분석학회 (ISAC) 는 혈액과 림프종양 검사에 필요한 최소 및 최대 유효 수의 단일 복제 항체 * * * 를 이해하기 위해 임상혈구수협회가 조직한 국제 전문가 회의를 개최했다. 참가자의 75% 는 만성 림프세포 증식질환 (CLD) 단일 복제 항체 (CD45, CD 19, κ, λ, CD3, CD20, CD23, CD/KLOC) 의 9 가지 종류가 있다는 데 동의했다. 림프종은 CLD 와 유사하며 최소한 12- 16 종의 단일 복제 항체 가 필요합니다. 급성 백혈병 (AL) 의 경우 참가자의 75% 가 약 13- 15 가지 단일 복제 항체 (CD 10, CD/KLOC) 가 가장 기본이라고 답했다. 기타 (CD 16, CD56, CDW65, TDT, CYCD 3) 는 특정 상황에 유용할 수 있습니다. 거의 모든 유권자들은 급성 백혈병 분류를 보완하는 데 필요한 단일 복제 항체 수가 평균 20 ~ 24 명이라고 생각한다. 그러나 이들 항체 조합도 큰 문제이며 현재 통일된 규정이 없다 (표 2 참조). 대부분의 대변인 (1113) 은 확진 된 환자의 모니터링과 분할에는 단 몇 개의 단일 복제 항체 만 필요하다고 지적했다.
항체 품질 관리는 실험의 핵심 링크입니다. 항체 품질에는 특이성, 민감성 및 정확성이 포함됩니다. 이를 위해 일부 상업회사들은 단일 클론 항체 검사를 위한 일련의 품질 관리 제품을 출시했습니다. 예를 들어, 베크만 쿠르트의 Cyto-Trol 과 Immuno-Trol (표 1 참조).
3. 염색 방법
세포 표면 염색: 이 방법은 대부분의 면역 표현형 분석에 사용됩니다. 하지만 많은 항원들이 동시에 세포에 존재하기 때문에, 검출의 특이성을 보장하기 위해 세포막의 무결성을 유지하는 데 각별한 주의를 기울여야 합니다. 표면 마커는 용혈 전 마커와 용혈 후 마커로 나눌 수 있습니다. 적혈구나 혈장 성분이 마크에 영향을 미치는 경우 용혈 후 표기에 적합하지만 용혈제 막 항원의 영향에 주의해야 하기 때문에 용혈제는 일반적으로 고정제를 포함하지 않는다. 예를 들어 면역 글로불린 경사슬 검사와 진발성 헤모글로빈뇨 검사 등이 있다.
세포 내 염색: TDT, MPO, CCD 3, CCD 79 A 등과 같은 일부 세포 내 항원의 검출은 백혈병의 면역분형에 특히 중요하며, 세포 내 염색의 관건은 세포막을 투과시키고 세포 골격의 무결성에 영향을 주지 않고 항체 또는 핵산 염료를 세포에 도입하는 것이다. 또한 고정화와 막 침투를 보장하는 절차는 관련 항원과 해당 항체 및 핵산과 염료의 결합력에 영향을 미치지 않습니다. 세포 내 염색에 적합한 시약 중 일부는 표면 표시 분석에 적합하지 않을 수 있습니다. 일반적으로 세포 내 염색은 EMA 방법을 사용하지 않는 한 세포 활성을 검출하는 것과 동시에 진행될 수 없습니다. 세포 내 염색의 경우, 사용하는 형광소는 세포막을 통과할 수 있을 만큼 작아야 한다. 일부 핵산 염료 (예:, TO, AO 등). ) 모두 살아 있는 세포 염료이므로 고정되거나 막을 통과할 필요가 없다.
세포막과 세포내 염색: 보통 세포막 염색, 고정, 막투성, 세포내 염색, 그리고 마지막으로 DNA 염색입니다.
셋. 데이터 수집 및 분석
스트리밍 세포계의 데이터 수집은 기기의 성능 교정을 기초로 해야 한다. 스트리밍 세포계는 산란광 신호와 형광 신호를 기반으로 한 분석이기 때문에 기기의 산란광 및 형광 신호의 광전승수관의 전압, 게인, 색상 보정 등의 매개변수 설정은 결과에 직접적인 영향을 미칩니다. 동형 제어의 설정은 특히 중요하다. 동형 대조는 단일 복제 항체 와 같은 출처, 아형, 형광소를 표시하는 면역되지 않은 동물의 면역 글로불린을 가리킨다. 또한 농도와 F/P 값은 가능한 한 동일해야 합니다. 이렇게 하면 양성 임계값의 정의가 더 정확해집니다. 특히 약한 표현 항원 양성률을 확인할 수 있습니다. DNA 배수성 분석에서 참고물의 설정은 매우 중요하며, 일반적으로 닭 적혈구를 내부 참고물로 사용한다. 결과의 신뢰성을 위해 얻은 세포의 수는 최소한 10000-20000 이상이어야 한다. 그러나 다른 실험 목적은 일반적으로 얻은 세포의 수에 대해 서로 다른 요구 사항 (예: DNA 배수성 분석, 최소한 10000 개 세포 획득) 을 가지고 있습니다. 작은 잔류 병변 (MRD) 의 검사는 10-4 수준에 도달해야 하며, 최소한 100000 개 세포가 줄기세포 이식에서 CD34 검사를 위해 분석되어야 하며, 최소한 100 을 얻어야 한다.
얻은 데이터는 분석을 위해 listmode 파일에 저장해야 합니다. 게이팅은 흐름 데이터 분석에 매우 중요합니다. 문을 설정하는 것은 실제로 해석 영역을 결정하는 것입니다. DNA 배수성 분석에서, 문 조절은 실제로 단일 세포를 둘러싸고 벽세포를 제거하는 것이다. 단세포 성분의 표본 (예: 세포 배양) 에 대해서는 문 설치가 비교적 간단하다. 하지만 골수와 같이 성분이 복잡한 표본의 경우 문을 정확하게 설정하는 것은 그리 간단하지 않습니다. 전방 산란광 (FS) 과 측면 산란광 (SS) 의 선택통에는 많은 간섭 요소가 있습니다. 현재 점점 더 많은 면역 표지물과 산란광의 문 컨트롤로 대체되고 있다. 예를 들어 CD45/SS 게이팅은 백혈병/림프종 면역형, CD34 검사 및 MRD 모니터링에 가장 적합한 게이팅 방법이 되었습니다. CD 19/SS 게이팅은 성숙한 B 림프 증식 질환 분석에 매우 적합합니다.
데이터 분석에서 백분율, 형광 강도, DNA 지수 (DI) 및 수량 /ul 은 우리 보고서에 자주 사용됩니다. 백분율은 주로 세포의 존재 여부에 초점을 맞춘 검사 지표의 양적 변화에 적용된다. T 세포 서브 세트 검출, 망상 적혈구 검출 등. 형광 강도는 주로 세포에서 항원의 양을 검출하는 데 사용됩니다. 만성 림프세포 백혈병 (CLL) 에서 혈소판 무기력 (GT) 과 CD20 변화의 검출과 같은 것들이다. DI 는 DNA 배수 분석에 사용됩니다. 외주혈 중 CD4 의 절대 정량, OKT3 치료 모니터링 중 CD3, 줄기세포 이식 중 CD34 등. 에이즈 분류에서는 결국 얼마나 많은 /ul 농도로 표현된다. 백혈병/림프종 면역표형 결과 분석을 위해 임상에 백분율로 보고했지만, 단순한 백분율 결과가 종양 세포의 특징을 완전히 반영하지는 않았다. 인공양성 판단기준의 20% 가 20% 이하의 약양성 결과를 무시하고 양성 결과 간의 형광 강도 차이를 무시하기 때문에 백혈병/림프종의 진단과 분류에 매우 중요하다. 현재 대부분 문자로 항원의 존재와 강도를 설명하는 보고 방법을 제창하고 있으며, 백분율의 보고 방법을 포기한다.
넷째, 임상 시험 및 분석 과정의 품질 평가
품질 관리는 또한 검사 방법의 선택과 평가를 중시해야 한다. 어떤 실험이든 반드시 오차가 있을 것이다. 어떤 의미에서 오차는 실험 방법론의 시스템 오차와 그 외의 임의 오차로 나눌 수 있다. 품질 관리 방법 및 수단은 시스템 오차에 영향을 주지 않고 무작위 오차만 줄이거나 제거할 수 있습니다. 검사 결과의 오차를 임상적으로 받아들일 수 있는 낮은 수준이나 허용 오차 범위 내에서 조절하려면 검사 방법 (기기, 시약, 구체적인 조작 방법 등) 이 필요합니다. ) 임상 요구 사항을 충족하여 검사 결과가 품질 관리 하에 임상 요구 사항을 충족하는지 확인합니다. 임상 실험실 품질 관리의 목적은 모니터링 실험 과정에서 중요한 오류가 발생할 경우 적절한 방법으로 분석가에게 경고하는 것입니다. 일반적으로 실험 결과의 품질을 검사하는 방법은 품질 관리 재료를 결정하는 것이다. 가장 일반적인 방법은 품질 관리 재료와 환자를 정기적으로 검사하는 것이다. 검사 품질을 이해하는 것은 품질 관리 측정 결과를 통제도에 그려 통제 결과가 통제 한도를 초과하는지 관찰하여 통제력을 상실할지 여부를 결정하는 것이다.
품질 관리 물질을 사용한 첫 달 동안 검사자는 매일 무작위로 환자 표본에 품질 관리 물질을 삽입하여 검사 항목을 확정했다. (윌리엄 셰익스피어, 검사자, 검사자, 검사자, 검사자, 검사자, 검사자, 검사자) 월말에 해당 월의 측정 결과 (n≥20) 에 대한 간단한 통계를 통해 평균 X 와 표준 편차 S 를 계산하고, 검사 결과의 분포가 정규 분포에 가까우면 평균과 표준 편차를 사용하여 검사 결과의 분포를 설명할 수 있습니다. 이는 결과의 95.5% 가 x+2s 범위 내에 있고 결과의 99.7% 가 x+3s 범위 내에 있음을 의미합니다. 품질 관리 결과를 관찰하기 위해 장애 상황을 제때에 이해하기 위해 품질 관리 차트를 자주 사용한다.
정규 분포 법칙에 따르면: 1) 모든 측정은 평균 양쪽에 균등하게 분산되어야 하며, 눈에 띄는 불균형감을 가져서는 안 된다. 2) 품질 관리 제품의 95.5% 측정은 x 2s 범위 내에 있어야 합니다. 3) 6 회 이상 평균면에 떨어진 결과가 있어서는 안 된다. 4) 5 회 이상 연속 결과는 점차 증가하거나 감소하는 추세 변화를 가져서는 안 된다. 5) 두 개의 연속 결과가 x 2s 범위를 벗어나서는 안됩니다. 6) x 3s 범위를 벗어나는 결과가 없습니다.
만약 위의 법칙에 부합되지 않는다면, 결과는 통제불능이 될 것이다. 이날 품질 관리 결과가 통제된 것으로 확인돼야 이날 임상검사 결과를 낼 수 있다. 일단 통제력을 잃으면 원인을 찾아 다시 검사해야 한다. 평균 2 표준 편차 범위를 초과하는 1 테스트 결과에 경고가 표시됩니다. 동일한 실험에서 두 개의 품질 관리 제품의 결과 차이는 4s 를 초과하며, 임의 오차가 있음을 나타내는 통제 불능 규칙 중 하나입니다. 같은 방향으로 4 회 연속 품질 관리 결과가 1 표준 편차 범위를 벗어나는 것도 통제 불능 규칙 중 하나이며 시스템 오차가 있음을 시사합니다.
다섯째, 방 품질 평가
내부 품질 관리를 실시하여 실험의 제어 항목을 일정한 정밀도에 이르게 하다. 임상적으로는 실험 결과를 반복할 수 있는지 여부에만 민감하다. 실험 결과에 안정적인 시스템 오차가 있을 경우 임상과 실험실은 일반적으로 감지하기 쉽지 않기 때문에 내부 품질 관리는 제어 결과의 부정확성에 있다. 품질 관리품은 전문기관에서 정기적으로 임상실험실로 발급되며, 검사 후 각 부서에서 검사 결과를 반환하도록 요구한다. 정리와 통계를 거쳐 실험실과 분석 방법의 차이는 데이터와 보고서 형식으로 나타난다. 각 부서의 테스트 결과와 목표값의 이산도를 기준으로 본 실험실의 점수를 계산하고 참가자에게 제때에 피드백을 주어 개선할 수 있도록 합니다. 이것은 실내 품질 평가의 기본 형식이다. 실간 품질 평가는 주로 실험실 작업의 부정확성을 통제하는 것으로 실내 품질 관리를 보완하는 것이다. 2000 년 보건부 임상검사센터에서 우리나라 임상스트리밍 세포계 간질평을 조직하기 시작했다. 현재 T 세포 서브 세트의 검출과 CD34 절대 수의 심실 간질 평가가 수행되었다.